Dendriitrakkudel põhinevate vaktsiinide potentsiaal moduleerida 3. tüüpi kaasasündinud lümfoidrakkude populatsioone

Abstraktne:

Dendriitrakkude (DC) vaktsiinid on teatud tüüpi immunoteraapia, mis tugineb DC-de suhtlemisele immuunsüsteemi muude aspektidega. DC-d on tugevad antigeeni esitlevad rakud, mis osalevad kaasasündinud immuunvastuste aktiveerimises ja adaptiivse immuunsuse kasvatamises, muutes need immunoteraapiate ideaalseteks sihtmärkideks. Kaasasündinud lümfoidrakud (ILC) on immunoloogia valdkonnas suhteliselt hiljuti tuvastatud ja neil on oluline roll tervises ja haigustes. Siin kirjeldatud uuringutes uuriti 3. tüüpi ILC-de (ILC3) ja DC-de vahelist sidet, kasutades DC-põhise vaktsineerimise hiiremudelit. Pärast DC vaktsiini manustamist täheldati lokaalseid ja süsteemseid muutusi ILC3 populatsioonides ning B16F10 melanoomirakkudega nakatamisel täheldati muutusi ILC3 populatsioonides kopsudes. DC-de ja ILC3-de vahelisi koostoimeid tuleks täiendavalt uurida, et teha kindlaks potentsiaal, mida nende suhtlus võib tervises, haigustes ja immuunteraapiate arendamisel omada.

cistanche tubulosa - parandab immuunsüsteemi

Märksõnad:

dendriitrakk (DC); 3. tüüpi kaasasündinud lümfoidrakk (ILC3); kaasasündinud; suhtlemine

1. Sissejuhatus

Kaasasündinud lümfoidrakud (ILC) on heterogeenne leukotsüütide rühm, mis on saadud tavalistest lümfoidsetest eellasrakkudest, millel on kudede arengus, parandamises ja homöostaasis üliolulised funktsioonid. ILC-sid on seostatud erinevate põletikuliste haigustega, sealhulgas põletikulise soolehaiguse, psoriaasi, astma ja erinevate autoimmuunhaigustega [1]. Tavaliselt jagatakse need kolme põhirühma: tüüp 1 (ILC1), tüüp 2 (ILC2) ja tüüp 3 (ILC3), mis põhinevad transkriptsioonifaktorite, tsütokiiniprofiilide ja spetsiifiliste fenotüüpsete markerite ekspressioonil [2]. Looduslikud tapjarakud (NK) rühmitatakse mõnikord nende sarnasuste tõttu ILC1 alamhulgaks; Siiski on näidatud, et NK-rakkudel on ILC1-st erinevad tunnused, nagu transkriptsioonifaktori ekspressioon ja tsütolüütiline aktiivsus, mis on eristanud neid oma ILC-de alatüübina [3]. Paljud peavad siiski NK-rakke ILC1-de alamhulgaks [4]. Sarnaste tsütokiiniprofiilide, transkriptsioonifaktorite ja immunoloogiliste funktsioonide tõttu peetakse ILC-sid (NK-rakud, ILC1-d, ILC2-d ja ILC3-d) tsütotoksilisi T-lümfotsüüte Th1, Th2 ja Th17 peegeldavate adaptiivse immuunsüsteemi komponentide kaasasündinud vasteteks. vastuseid vastavalt [4]. Erinevalt T-rakkudest puuduvad neil aga antigeenispetsiifilised retseptorid [5].

DC-d on kaasasündinud leukotsüüdid, mis on immuunvastuste ja tolerantsuse esilekutsumisel kriitilised. Neil on mustrituvastusretseptorid, mis tunnevad ära patogeeni ja/või kahjustusega seotud molekulaarmustrid ning on kõige tõhusamad antigeeni esitlevad rakud [6]. Antigeeni esitlemise ja tsütokiini sekretsiooni kaudu võivad DC-d dikteerida naiivsete T-rakkude saatust ja kutsuda esile põletikueelseid reaktsioone või immunosupressiooni. T-rakke saab õpetada ära tundma antigeeni kui ohtlikku ja ründama seda või kui mitteohtlikku ja omandama tolerogeense fenotüübi [6]. DC-d osalevad ka kaasasündinud immuunsuse aktiveerimises ja adaptiivse immuunsuse kasvatamises. Otsese kokkupuute või erinevate tsütokiinide ja lahustuvate tegurite tootmise kaudu võivad DC-d aktiveerida teisi kaasasündinud leukotsüüte ja soodustada kaasasündinud immuunvastuseid [7].

DC-de jõudu on kasutatud immunoteraapiates, näiteks DC-vaktsiinides. DC-vaktsiinid valmistatakse patsiendilt DC-de eraldamise või alalisvoolu prekursorite eraldamise ja DC-de tuletamise teel. Neid DC-sid manipuleeritakse ex vivo, mis hõlmab DC-de küpsemist immunogeensel viisil. DC-d on samuti koormatud spetsiifiliste antigeenidega, mille vaktsiini eesmärk on arendada immunogeenseid vastuseid, mis on suunatud [8]. DC-vaktsiinid on immunoterapeutiline platvorm, mis kasutab ära DC-de võimet harida adaptiivset immuunsüsteemi, et kutsuda esile antigeenispetsiifilisi reaktsioone, eriti antigeenispetsiifilisi tsütotoksilisi T-rakke. Seetõttu on suurem osa alalisvoolu vaktsiiniuuringutest keskendunud DC-de võimele harida adaptiivset immuunsüsteemi. Viimastel aastatel on aga näidatud, et DC-de ja NK-rakkude vaheline seos avaldab tugevat mõju kasvajavastasele immuunsusele, mis on DC-vaktsineerimise tõhususe seisukohalt ülioluline [9–11]. See näitab olulist vajadust uurida muid seoseid DC-de ja erinevate kaasasündinud leukotsüütide vahel ning mõju, mida need kommunikatsioonid võivad avaldada DC-vaktsiinide efektiivsusele. Kuna NK-rakud on osa ILC perekonnast ja ILC-de lähedase sarnasuse tõttu T-rakkudega [5], oli siin esitatud uuringute eesmärk uurida võimalikku seost DC-de ja ILC-perekonna teise liikme, ILC3-de vahel. Kasutasime monotsüütidest pärinevat DC (moDC) vaktsiiniplatvormi, kus DC-d genereeriti ex vivo hiire luuüdi prekursorrakkudest. MoDC vaktsiinid on DC vaktsiinide kõige levinum vorm, kuna ajalooliselt oli neid kõige lihtsam toota [12].

Tistanche kasulikud omadused meestele - tugevdavad immuunsüsteemi

Cistanche Enhance Immunity toodete vaatamiseks klõpsake siin

【Küsi lisa】 E-post:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

ILC3-del on olulised funktsioonid soolestiku homöostaasis, rakuväliste bakterite vastase immuunsuse ja lümfoidkudede arengus [5]. ILC3-d saab jagada rühmadesse, mis erinevad pinnamarkerite ekspressiooni ja tsütokiinide tootmise poolest. Kuid kõik ILC3-d väljendavad ROR t [13]. Üks ILC3-de alarühm on ILC3-lümfoidkoe indutseerijarakud, mis on olulised organogeneesis [14]. ILC3-sid saab jaotada ka loodusliku tsütotoksilisuse retseptori (NCR) ekspressiooni alusel, mis hiirtel on NKp46 ekspressioon [15,16] ja inimestel NKp44 [17,18]. Seetõttu on NCR + ja NCR-ILC3, mille funktsionaalne võimekus ja fenotüübilised omadused erinevad. Näiteks on väidetud, et NCR+ ILC3-d toodavad IL-22, kuid mitte IL-17, samas kui NCR-ILC3-d võivad toota mõlemat tsütokiini [19]. Kuid hiljutises Fiancette'i jt uuringus näidati, et NCR+ ILC3-d suudavad toota väikeses koguses IL-17 [20]. Rankin et al. näitas hiirtel, et NCR+ ILC3-d nõuavad transkriptsioonifaktori T-bet. Seetõttu saab NCR+/− ILC3-sid eristada NKp46 ja T-bet ekspressiooni põhjal. Siin kirjeldatud uuringutes määrati hiire ILC3-d liini-CD45+DX5-ROR t + järgi, kusjuures NCR+ ILC3-d on samuti T-bet+NKp46+ ja NCR-ILC3-d on T-bet-NKp46. − (tabel 1 ja lisa A joonised A1–A3).

Tabel 1. Voolutsütomeetria analüüsiga määratletud ILC3 alamhulgad.

Selle uurimistöö eesmärk oli aidata selgitada, kas alalisvoolu vaktsiinide ja ILC3 vahel on side ning nende koostoimete potentsiaal alalisvoolu immunoteraapiates. On näidatud, et ILC3-del on roll mitmesugustes haigustes ja vähivormides ning seetõttu on neil potentsiaal erinevates immunoteraapia kontekstides. ILC3-d on immunoloogia valdkonnas suhteliselt uued ja seetõttu on nende mõju haigustele ja ravile uuritud piiratud määral. ILC3-d reageerivad välistele stiimulitele, mis määravad nende tegevuse ja selle, kas need soodustavad kasvajate progresseerumist või supressiooni [21, 22]. Sarnaselt Th17 rakkudega on ILC3-del transkriptsioonifaktor ROR t ja need toodavad Th17 vastuse tsütokiine, nagu IL-17 ja IL-22. IL-22 on oluline soolestiku bakteriaalsete infektsioonide kontrolli all hoidmiseks [16]. Bakterite poolt indutseeritud käärsoolevähi mudelis näidati aga, et käärsoole ILC-dest pärinevad IL-17 ja IL-22 aitasid kaasa käärsoolevähi tekkele [23]. Lisaks on ILC3-d korrelatsioonis rinnavähi negatiivsete tulemustega [24]. Seevastu on täheldatud seost NCR+ ILC3 ja tertsiaarsete lümfoidstruktuuride (TLS) ning paremate kliiniliste tulemuste vahel mitteväikerakk-kopsuvähi puhul [18]. Lisaks uuriti hiljutises uuringus kolorektaalse vähi ILC3-sid. Uuringus täheldati resekteeritud kolorektaalsete kasvajate patsientide proovides ILC1-de suurenemist ja ILC3-de vähenemist võrreldes sobitatud mitte-pahaloomuliste külgnevate kudedega. RNA sekveneerimine ja transkriptsiooniprofiil näitas, et ILC3-del on kolorektaalsete kasvajate puhul suurenenud plastilisus ja erinevad funktsionaalsed võimed võrreldes mitte-pahaloomuliste kudedega. Huvitaval kombel viitas RNA järjestamine ka sellele, et kasvajasse infiltreeruvatel ILC3-del oli ILC1 fenotüübile üleminekuks ülesreguleeritud plastilisus. Uuringus täheldati, et ILC3 interaktsioonid T-rakkudega toetasid I tüüpi immuunsust ja kolorektaalse vähi korral on need koostoimed piiratud, mis takistab kasvajavastaseid vastuseid. See toetab ILC3 olulist funktsiooni kasvajavastases immuunsuses. Üldiselt näitas artikkel ILC3 olulist rolli immunoloogilise homöostaasi ja kolorektaalse vähi reguleerimisel [25]. Seetõttu arvatakse, et ILC3-del on tervise ja haiguste vallas kaks rolli. Need võivad soodustada vähi progresseerumist [23, 24, 26], kuid võivad samuti aidata kaasa kasvajavastastele reaktsioonidele [18, 25, 27, 28]. Nende fenotüüp ja panus vähi tekkesse näivad olevat kontekstuaalsed, mis näitab potentsiaali manipuleerida ILC3-dega immunoteraapia abil, et saada fenotüüp, mis aitab kaasa vähivastastele reaktsioonidele, mitte ei toeta kasvaja progresseerumist. Seega on DC-põhised vaktsiinid võimalikuks meetodiks kasvaja mikrokeskkonna mõjutamiseks ILC fenotüüpide ja nende tsütokiinide tootmise manipuleerimise kaudu, mis võimaldaks kohandada immuunvastust sõltuvalt asjaoludest ja võib olla kasulik vähiuuringutes.

Kuna DC-de ja ILC3-de vahelist suhtlust on vähe uuritud, eriti DC-vaktsineerimise kontekstis, uuriti siin kirjeldatud uuringutes muutusi ILC3 populatsioonides pärast DC-põhise vaktsiini manustamist hiirtele. Selles artiklis täheldati DC-põhise vaktsiini ja ILC3 vahelist suhtlust, mida näitas vaktsiini püsiv mõju ILC3 vastustele vähemalt 10 päeva pärast immuniseerimist.

cistanche tubulosa - parandab immuunsüsteemi

2. Tulemused

2.1. Nii NCR+ kui ka NCR− ILC3 arv suurenes kohalikus dreneerivas lümfisõlmes pärast alalisvoolu vaktsiinide manustamist 

DC-vaktsiin valmistati DC-de diferentseerimisel hiire luuüdist pärinevatest rakkudest ex vivo. Neid DC-sid stimuleeriti nende küpsemise soodustamiseks, et nad omandaksid immunogeense fenotüübi. Seejärel laaditi DC-d peptiidiga. Kuna see uuring keskendub kahe kaasasündinud leukotsüütide, DC-de ja ILC3-de vahelise suhtluse olemusele, oli vaktsiini tootmiseks valitud peptiid meie bioloogilise mudeli jaoks tahtlikult ebaoluline, et vältida antigeenispetsiifiliste T-rakkude muutumist segavaks muutujaks. Seetõttu laaditi DC-vaktsiini kana-ovalbumiinist pärineva peptiidiga.

Et uurida, kas DC-vaktsineerimine mõjutab ILC3 populatsioone, hindasime esmalt, kas vaktsineerimiskoha proksimaalses rakulisuses on erinevusi. Pärast alalisvoolu vaktsineerimist ilmnesid muutused lokaalses dreneerivas lümfisõlmes, mis hõlmas ILC3-de arvu suurenemist (joonis 1). ILC3-de suurenemise kineetika näitas, et ILC3-d suurenesid järk-järgult pärast alalisvoolu vaktsineerimist (joonis 1b, c). Hinnati NCR+ ja NCR− ILC3 arvu lokaalses dreneerivas lümfisõlmes ja mõlemad alampopulatsioonid suurenesid pärast DC vaktsiini manustamist. Kuigi nii NCR+ kui ka NCR− ILC3 populatsioonid saavutasid haripunkti kolm päeva pärast DC vaktsineerimist, taastusid NCR− ILC3-d homöostaatiliste arvudeni seitse päeva pärast immuniseerimist, samas kui NCR+ ILC3-de arv jäi võltsravi saanud kontrollhiirtega võrreldes märkimisväärselt suuremaks.

Joonis 1. Looduslike tsütotoksilisuse retseptorite (NCR)+ ja NCR− 3. tüüpi kaasasündinud lümfoidrakkude (ILC3) arv suurenes lokaalses dreneerivas lümfisõlmes pärast alalisvoolu immuniseerimist. Emased C57BL/6 hiired inokuleeriti DC vaktsiinidega tagajalgade süstimise teel. Popliteaalseid lümfisõlmi uuriti ILC3 populatsioonide suhtes. ( a ) Määrati lümfisõlmede rakkude koguarv. (b) NCR−ILC3 ja (c) NCR+ ILC3 kogunemine lümfisõlmedesse ning CD{{10}} rakkude protsent lümfisõlmes, mis olid (d) NCR−ILC3 ja (e) NCR+ ILC3s. Iga riba tähistab nelja popliteaalse lümfisõlme andmeid. Igal ajahetkel kasutati Studenti t-testi, et määrata olulisi erinevusi fosfaatpuhverdatud soolalahusega (PBS) nakatatud kontrollhiirte ja DC-vaktsiiniga nakatatud hiirte vahel (p-väärtused * < 0). 21}}5, ** < 0,005, *** < 0,0005 ja **** < 0,0001). Tüüpilised punktdiagrammid, mis näitavad (f) NCR−ILC3 ja (g) NCR+ ILC3 keskmist arvu dreneerivas popliteaalses lümfisõlmes. Graafikud näitavad keskmist standardhälbega.

2.2. DC vaktsiinid suurendasid ILC3 tsütokiinide tootmist põrnas ilma põrna ILC3 koguarvu muutmata

Järgmisena uuriti süsteemseid muutusi ILC3 populatsioonides, hinnates põrna, mis on suurim sekundaarne lümfoidne organ [29], üks nädal pärast alalisvoolu vaktsineerimist, mis on meie labori standardne ajahetk leukotsüütide muutuste süsteemseks hindamiseks. NCR+ või NCR−ILC3 koguarvus põrnas olulist erinevust ei täheldatud (joonis 2).

Joonis 2. Pärast alalisvoolu immuniseerimist põrna ILC3-de arvus muutusi ei toimunud. Emased C57BL/6 hiired (n=8 [PBS] või 10 [DC]) inokuleeriti DC vaktsiinidega tagajalgade süstimise teel. Põrnad koguti nädal pärast nakatamist ja neid uuriti ILC3 populatsioonide suhtes. Põrna koguarv (a) NCR−ILC3 ja (b) NCR+ ILC3 (ja T-bet geomeetriline keskmine fluorestsentsi intensiivsus NCR+ ILC3 jaoks) ja põrna CD{14}} rakkude protsent, mis olid (c) NCR− ILC3 ja (d) NCR+ ILC3 jälgiti ja kvantifitseeriti voolutsütomeetria analüüsiga. Fosfaatpuhverdatud soolalahusega (PBS) nakatatud kontrollhiirte populatsioonide ja DC-ga inokuleeritud hiirte populatsioonide vahelise tähtsuse määramiseks kasutati Studenti t-testi. Vahendid oluliselt ei erinenud. Tüüpilised punktdiagrammid, mis näitavad põrna (e) NCR−ILC3 ja NCR+ ILC3 keskmist arvu. Standardhälvet ja keskmist tähistavad graafiku- ja vearibad.

Kuna ILC3 tsütokiini profiile võivad mõjutada keskkonnategurid, mõõdeti IL-22 ja IL-17 ILC3 tootmist põrnas nädal pärast alalisvoolu vaktsineerimist. DC-vaktsiiniga ravitud hiirtel suurenes IL-17 või IL-22 või mõlemat tsütokiini tootvate ILC3-de arv võrreldes kontrollhiirtega (joonis 3).

Joonis 3. Pärast alalisvoolu immuniseerimist suurenes põrna ILC3-de arv, mis toodavad IL-17 ja IL-22. Emased C57BL/6 hiired (n=12–18) inokuleeriti DC vaktsiinidega tagajalgade süstimise teel. Kontrollhiiri töödeldi fosfaatpuhverdatud soolalahusega (PBS). Nädal pärast immuniseerimist koguti põrnad ja uuriti IL-17- ja IL{{10}} tootvate ILC-de suhtes. Lineage−CD127+DX5− rakkude arv, mis toodavad (a) IL-17, (b) IL-22 ja (c) nii IL-17 kui ka IL{{ 16}} ja nende vastavad geomeetrilised keskmised fluorestsentsi intensiivsused määrati intratsellulaarse tsütokiini värvimise ja voolutsütomeetria abil. Andmeid analüüsiti kahesuunalise ANOVA testi abil (p-väärtused * < 0,05, ** < 0,005). (d) Tüüpilised punktdiagrammid näitavad põrna CD45+ liini-CD127+DX5- rakkude keskmist arvu, mis toodavad IL-17 ja/või IL-22. Graafikud näitavad keskmist standardhälbega.

2.3. ILC3 alampopulatsioonid pärast alalisvoolu immuniseerimist ja B16F10 melanoomirakkudega provotseerimist

ILC3-d võivad vähi progresseerumisel mängida kahekordset rolli, aidates kaasa nii kasvajaeelsetele kui ka kasvajavastastele reaktsioonidele [22]. Seetõttu uuriti DC-vaktsineerimise mõju ILC3 vastustele vähi kontekstis. Hiiri töödeldi DC vaktsiinidega ja nädal hiljem nakatati neid intravenoosselt B16F10 melanoomirakkudega, mille tulemuseks oli kopsude külvamine. Nagu mainitud, kuna hinnati ainult kaasasündinud immuunsuse komponente, ei tohtinud vaktsiini antigeenispetsiifilist haridust meie katsetes hinnata ja seetõttu ei ekspresseerinud kasutatav melanoomimudel ovalbumiini, muutes peptiidi DC-dele laetuks. ebaoluline. Kineetikakatse (joonis 1) näitas, et ILC3-de kohalikke vastuseid võib täheldada kolme päeva jooksul. Seetõttu uuriti kolm päeva pärast nakatamist põrnas ja kopsudes ILC3 alampopulatsioonide arvu ja nende võimet toota tsütokiine. Sarnaselt sellele, mida täheldati naiivsete hiirte põrnades, ei olnud kontrollrühma ja DC-immuniseeritud rühma vahel põrna NCR+ ja NCR-ILC3 koguarvus olulist erinevust (joonis 4). Kuid erinevalt naiivsest mudelist ei toimunud põrnas enam muutusi IL-17 ja/või IL-22 tootmises (joonis 5).

Joonis 4. Põrna ILC3 koguarvus ei toimunud muutusi pärast DC-vaktsineerimist ja B16F10 melanoomirakkudega nakatamist. Emased C57BL/6 hiired (n=10) inokuleeriti DC vaktsiinidega tagajalgade süstimise teel ja nädal hiljem manustati hiirtele sabaveeni süstimise teel 3 × 105 B16F10 rakku. Kolm päeva pärast B16F10 manustamist koguti põrnad ja uuriti ILC3 populatsioonide akumuleerumist. Põrna (a) NCR−ILC3 ja (b) NCR+ ILC3 arv (ja T-bet geomeetriline keskmine fluorestsentsi intensiivsus NCR+ ILC3 jaoks) ja põrna CD{20}} rakkude protsent, mis olid (c) NCR− ILC3 ja (d) NCR+ ILC3 jälgiti ja kvantifitseeriti voolutsütomeetria abil. Fosfaatpuhverdatud soolalahusega (PBS) ravitud kontrollhiirte populatsioonide ja DC-ga inokuleeritud hiirte populatsioonide vahelise tähtsuse määramiseks kasutati Studenti t-testi. Vahendid oluliselt ei erinenud. Tüüpilised punktdiagrammid näitavad põrna (e) NCR−ILC3 ja NCR+ ILC3 keskmist arvu. Keskmine ja standardhälve on esitatud tulpdiagrammide ja vearibadega.

Joonis 5. Põrna IL-17 ja/või IL-22- tootvate ILC-de arv ei muutunud pärast DC vaktsineerimist ja B16F10 melanoomirakkudega nakatamist. Emased C57BL/6 hiired (n=10) inokuleeriti DC vaktsiinidega tagajalgade süstimise teel ja nädal hiljem manustati intravenoosselt 3 × 105 B16F10 rakku. Kolm päeva hiljem koguti põrnad ja uuriti ILC3 tsütokiinide tootmist. CD127+DX5- päritolu rakkude arv, mis toodavad (a) IL-17, (b) IL-22 ja (c) nii IL-17 kui ka IL-22 ja neile vastavad geomeetrilised keskmised fluorestsentsi intensiivsused määrati intratsellulaarse tsütokiini värvimise ja voolutsütomeetria abil. Andmeid analüüsiti kahesuunalise ANOVA testiga ja olulist erinevust DC-ga vaktsineeritud hiirte ja fosfaatpuhverdatud soolalahusega (PBS) töödeldud kontrollide vahel ei tuvastatud. (d) Tüüpilised punktdiagrammid näitavad põrna CD45+liini CD127+DX5- rakkude keskmist arvu, mis toodavad IL-17 ja/või IL-22.

B16F10 rakkude intravenoosne süstimine sabaveeni kaudu on sünteetiliste melanoomi metastaaside kopsudesse levinud hiiremudel [30]. Seetõttu uuriti ka kopse, et määrata ILC3 alampopulatsioonide arv ja hinnata nende tsütokiinide tootmist.

NCR− ILC3-de arv vähenes koos samaaegse NCR+ ILC3-de arvu suurenemisega (joonis 6). Siiski ei täheldatud DC-vaktsineerimise mõju ILC{4}}vahendatud tsütokiinide tootmisele kopsudes (joonis 7).

Joonis 6. Pärast alalisvoolu immuniseerimist ja B16F10 rakkudega nakatamist ilmnesid kopsudes ILC3 alampopulatsioonides arvulised muutused. Emased C57BL/6 hiired (n=10) said DC vaktsiine tagajalgade süstimise teel ja nädal hiljem manustati intravenoosselt 3 × 105 B16F10 rakku. Kolm päeva pärast nakatamist uuriti kopse voolutsütomeetria abil (a) NCR−ILC3 ja (b) NCR+ ILC3 arvu (ja T-bet geomeetrilise keskmise fluorestsentsi intensiivsuse geomeetrilise keskmise NCR+ ILC3 puhul) ja CD{ protsendi määramiseks. {18}} rakud, mis olid (c) NCR−ILC3 ja (d) NCR+ ILC3. Fosfaatpuhverdatud soolalahusega (PBS) ravitud kontrollhiirte ja DC-ga inokuleeritud hiirte alampopulatsioonide vahelise tähtsuse määramiseks kasutati Studenti t-testi (p-väärtused*).<0.05, *** <0.0005, and **** < 0.0001). Representative dot plots showing the average number of pulmonary (e) NCR− ILC3s and NCR+ ILC3s. The graphs display the mean with the standard deviation.

Joonis 7.Pärast DC-vaktsineerimist ja B16F10 melanoomirakkudega nakatamist kopsudes IL-17 ja/või IL-22 tootvate ILC3-de arv ei muutunud. Emased C57BL/6 hiired (n=10) inokuleeriti DC vaktsiinidega tagajalgade süstimise teel ja nädal hiljem manustati neile intravenoosselt 3 × 105 B16F10 rakku. Kolm päeva hiljem koguti kopsud ja uuriti ILC{12}vahendatud tsütokiinide tootmist. Lineage−CD127+DX5− rakkude arv, mis toodavad (a) IL-17, (b) IL-22 ja (c) nii IL{{0}} kui ka IL-22 ning nende vastavad geomeetrilised keskmised fluorestsentsi intensiivsused määrati rakusisese tsütokiini värvimise ja voolutsütomeetria abil. Andmeid analüüsiti kahesuunalise ANOVA testi abil (p-väärtused *** < 0,0005). IL-22-tootvate, IL-17-tootvate ning IL-22 ja IL-17 mitut tsütokiini tootvate liinide – CD{{) koguarvus ei olnud olulist erinevust. 12}}DX5− lahtrid. (d) Tüüpilised punktdiagrammid, mis näitavad IL-17 ja/või IL-22 tootvate kopsu CD45+ liini-CD127+DX5− rakkude keskmist arvu. Standardhälvet ja keskmist tähistavad graafiku- ja vearibad.

3. Arutelu

Siin kirjeldatud uuringute eesmärk oli uurida ILC3-de ja alalisvoolude vahelist võimalikku suhtlust alalisvoolu vaktsiini kontekstis. Pärast alalisvoolu vaktsineerimist suurenes nii NCR+ kui ka NCR− ILC3 alampopulatsioonide arv dreneerivates lümfisõlmedes (joonis 1), mis viitas kohalikule suhtlusele DC vaktsiini ja ILC3 alampopulatsioonide vahel. DC-de ja NCR+ ILC3 vahelisel suhtlusel oli aga NCR+ ILC3 koguarvule pikem mõju kui DC-de ja NCR-ILC3 vahel. See näitas, et DC-del võivad olla ainulaadsed interaktsioonid ILC3-dega, sõltuvalt nende NCR-ide ekspressioonist. ILC3 alampopulatsioonide arvus põrnades ei täheldatud muutusi seitse päeva pärast DC vaktsineerimist (joonis 2) või kümme päeva pärast DC vaktsineerimist ja kolm päeva pärast B16F10 melanoomirakkudega nakatumist (joonis 4). Meie meetoditel ILC3 analüüsimiseks nende IL-17 ja IL-22 tootmise suhtes on piirang, kuna need näitavad nii translatsiooni- kui ka transkriptsioonivastust, mis on tingitud rakkude in vitro restimulatsioonist. Siiski lisasime kõikidesse katsetesse eksperimentaalse kontrolli, mis oleks stimulatsioonivaba ravi in ​​vitro, et tuvastada, mida ILC3 toodavad vastuseks in vivo vastuvõetud signaalile. Nagu on näidatud joonistel 3d, 5d ja 7d, tootsid rakud, mis ei saanud in vitro stimulatsiooni, IL-17 ja IL-22. Lisaks, kuigi põrna ILC3 rakkude arv ei muutunud (joonis 2), oli ILC3 alampopulatsioonide tsütokiinide tootmine seitse päeva pärast alalisvoolu vaktsineerimist erinev (joonis 3). See viitas sellele, et alalisvoolu vaktsineerimine võib mõjutada ILC3 vastuste funktsionaalsust ilma neid arvuliselt mõjutamata. Kuna tegemist on kaasasündinud immuunsüsteemi komponentidega, võis ILC3-de kaubitsemine kudedesse ja kudedest välja viia mõne päeva jooksul, takistades seega raviga moduleeritud arvuliste erinevuste tuvastamist seitse kuni kümme päeva pärast alalisvoolu vaktsineerimist. Tõendeid selle kohta täheldati DC-vaktsiini äravoolutavas lümfisõlmes, kus ILC3-de arv suurenes kolme päeva jooksul ja hakkas seejärel vähenema (joonis 1). Seega võis põrnas ILC3 alampopulatsioonides esineda arvulisi muutusi, mis jäid vahele, kuna seitsmendaks päevaks pärast alalisvoolu immuniseerimist olid need taastunud homöostaatiliste arvude juurde. Sellegipoolest keskendusid uuringud pikemaajalistele vastustele, mitte lühiajalistele mööduvatele vastustele, ja seetõttu ei uuritud seda võimalust rohkem. Huvitav on see, et kuigi põrna ILC3 alampopulatsioonide arv ei erinenud kontrollrühmadest, muutusid nende tsütokiiniprofiilid (joonis 3). Põrna ILC3-des suurenes IL-22 ja IL-17 tootmine, mis näitab, et alalisvooluvaktsineerimisel oli ILC3-dele süsteemne mõju. Kokkuvõttes ei mõjutanud alalisvoolu vaktsineerimine põrna ILC3 kogust, kuid mõjutas nende funktsionaalsust.

Kuigi seitse päeva pärast DC-immuniseerimist kasvajavabade hiirte põrnades oli püsiv toime ILC{0}}tuletatud tsütokiinide tootmisele, oli see mõju ILC3-dele põrnas kolm päeva pärast B16F10 melanoomirakkudega intravenoosset manustamist tuvastamatu. Joonis 5). Näis, et DC vaktsiin käivitas ILC3 populatsioonid kasvajavaba mudeli korral, mis supresseeriti kasvajaga nakatamisel. Kuna ILC-sid mõjutab suuresti nende keskkond, võib see viidata sellele, et vaktsiini DC-de ja ILC3-de vaheline side piirdus kasvajavaba mudeliga. Vastupidi, see võib olla tingitud ka praimitud ILC3 mobiliseerimisest teistesse kehaosadesse, kus B16F10-d võisid koguneda ja luua mikrokeskkonna, mis kutsus esile leukotsüütide värbamise.

Kopsudes täheldati ILC3 alampopulatsioonide nihet kümme päeva pärast DC vaktsineerimist ja kolm päeva pärast B16F10 rakkudega nakatumist võrreldes DC-ga vaktsineerimata kontrollhiirtega, kellele manustati ainult B16F10 rakke. Täpsemalt, kopsudes suurenes NCR+ ILC3 arv ja vähenes NCR− ILC3 arv (joonis 6). T-bet on transkriptsioonifaktor, mis on seotud Th1 vastustega [31]. Seetõttu näitas T-bet ekspresseerivate NCR+ ILC3-de suurenemine 1. tüüpi immuunsuse võimalikku soodustamist. See võib olla kasulik ILC3 vastus vähi kontekstis, kus tavaliselt soovitakse 1. tüüpi immuunvastuseid.

Tistanche kasulikud omadused meestele - tugevdavad immuunsüsteemi

On näidatud, et NCR+ ILC3-d võivad tuleneda NCR−ILC3-de alamhulgast [16]. Seetõttu võib NCR+ ILC3 suurenemise ja NCR− ILC3 vähenemise seostada stimulatsiooniga, mis kutsus esile NCR− ILC3 lülituse NCR+ ILC3-deks. Kui ILC3-d vahetasid fenotüübi NCR−-lt NCR+-le, ei pruugi nad olla võimelised tootma tsütokiine ülemineku ajal või vahetult pärast seda ning kohanedes ümbruse ja nende uue fenotüübiga. Seetõttu võis nende tsütokiinide tootmine fenotüübivahetuse ajal peatada või viibida, mis võib seletada, miks ILC{12}}vahendatud IL-17 ja/või IL-22 produktsioonis ei toimunud muutusi kopsudesse (joonis 7). Siiski on ka võimalik, et DC-vaktsineerimine lihtsalt ei mõjutanud sel ajahetkel ILC3-de tsütokiinide tootmist kopsudes.

4. Materjalid ja meetodid

Eetika heakskiit

Kõik hiirega tehtud uuringud viidi läbi vastavalt loomade kasutamise protokollile nr 3807 Guelphi ülikooli loomahoolduspersonali järelevalve all.

Hiired

Emased C57BL6 hiired saadi ettevõttest Charles River Laboratories vanuses viis kuni kaheksa nädalat. Hiiri hoiti kontrollitud keskkonnas Guelphi ülikooli loomade isolatsiooniüksuses ja neile anti üks nädal enne katsete algust kohanemiseks. Hiiri toideti ja neile anti vett ad libitum.

Dendriitrakukultuurid

Emaste C57BL6 hiirte reieluud ja sääreluud koguti ning luude otsad lõigati ära. Süstla abil loputati sääreluu ja reieluu luuüdi PBS-iga Petri tassile. Luuüdi resuspendeeriti üherakuliseks suspensiooniks ja loendati hemotsütomeetriga. Seejärel resuspendeeriti rakud söötmes (RPMI [HyClone Cat# SH30027.01], mis sisaldas 2-merkaptoetanooli [Gibco Ref# 21985-023], 1% penitsilliini/streptomütsiini [HyClone Cat# SV30010] ja 10% veise loote seerumit [VWR kat. nr jaotati alikvootidega 25 cm2 kultiveerimiskolbidesse, 5 ml kolbi kohta. Kultuurid pandi 5% CO2-ga temperatuuril 37 °C niisutatud inkubaatoritesse ja lasti kasvada 7 päeva. Kultuuri teisel päeval lisati 5 ml värsket söödet 20 ng/ml GM-CSF-iga. Viiendal päeval tsentrifuugiti 5 ml igast kultuurist ja supernatant eemaldati. Rakud resuspendeeriti 5 ml värskes söötmes 20 ng/ml GM-CSF-iga ja lisati uuesti kultiveerimiskolbidesse. Kultuurid koguti 7. päeval ja valmistati ette vaktsineerimiseks.

Dendriitrakkude vaktsineerimise ettevalmistus

Dendriitrakkude (DC) kultuurid viidi 50 ml koonilisse tuubi ja loendati hemotsütomeetriga. Rakke stimuleeriti 100 ng/ml lipopolüsahhariidiga (LPS) Escherichia coli O55:B5 (Sigma Cat#L2880) ja 1 µg/ml kana ovalbumiiniga (OVA)257–264 (SIIN) (PepScan Systems, Lelystad, Holland). 1 tund inkubaatoris temperatuuril 37 ◦C 5% CO2-ga. Seejärel pesti rakke kolm korda PBS-ga ja resuspendeeriti kontsentratsioonini 5 × 105 rakku 30 µl kohta. Vaktsiinid manustati annustes 5 × 105 rakku 30 µl PBS-i kohta.

Kudede töötlemine

Lümfisõlmed ja põrnad koguti ja asetati Petri tassidesse 2 ml Hanksi puhverdatud soolalahusega (HBSS). Need pressiti üherakulisteks suspensioonideks, kasutades 3 ml süstla korgi tagakülge. Üherakulised suspensioonid filtriti 50 ml koonilisse torusse, kasutades 70 µm pooride suurust rakusõela. Lümfisõlmed loendati hemotsütomeetriga. Põrnad tsentrifuugiti, supernatant eemaldati ja rakud resuspendeeriti ACK lüüsipuhvris (8,29 g NH4Cl [0,15 M], 1 g KHCO3 [10,0 mM], 37,2 mg Na2EDTA [0,1 mM] lahuses) 1 ml Milli Q vett) ja jäetakse erütrotsüütide lüüsimiseks viieks minutiks seisma. Rakke pesti kaks korda HBSS-ga enne resuspendeerimist söötmes ja loendati hemotsütomeetriga.

Kopsud koguti ja kaaluti, enne kui need asetati õrnasse MACSTM tuubi, mis sisaldas 1 mg/ml kollagenaas IV (Gibco Ref#17104-019) ja 5 µg/ml DNaasi I (Roche Ref#11284932001) HBSS-is. Kasutades õrna MACSTM dissotsiaatorit, viidi proovid läbi kopsuprotokolli A ja inkubeeriti seejärel 20 minutit inkubaatoris temperatuuril 37 ◦C 5% CO2-ga. Seejärel viidi proovid läbi kopsuprotokolli B õrna MACSTM dissotsiaatoriga. Ensüümireaktsiooni neutraliseerimiseks lisati proovidele kaks korda suurem proovimaht HBSS-i. Proovid filtriti 50 ml koonilisse torusse läbi 70 µm poorisuurusega rakusõela. Seejärel pesti rakke kaks korda HBSS-ga ja resuspendeeriti ACK lüüsipuhvris. Pärast viit minutit ACK lüüsipuhvris pesti rakke kaks korda HBSS-ga ja resuspendeeriti söötmes.

Tsütokiinivastuse test

Koeproovide üherakulised suspensioonid külvati 96-süvendiplaatidele kahes eksemplaris, kus ühte süvendit käsitleti stimulatsioonivaba kontrollina ja teist stimuleeriti. Stimuleerimata süvenditele anti ainult söödet ja stimulantidega töödeldud süvendid said söötmes 10 ng/ml forboolmüristaatatsetaadi (PMA) ja 1500 ng/ml ionomütsiini. Rakud pandi üheks tunniks inkubaatorisse temperatuuril 37 °C 5% CO2-ga. Seejärel lisati kõikidesse proovisüvenditesse Brefeldin A (GolgiPlug, Biolegend Cat#420601) (×100 lahjendus) ja plaat pandi tagasi inkubaatorisse veel neljaks tunniks. Seejärel pesti rakke kaks korda PBS-ga ja värviti analüüsimiseks voolutsütomeetria abil.

B16F10 melanoomi rakud

B16F10 rakud sulatati vedelast lämmastikust ja loendati hemotsütomeetriga. Seejärel resuspendeeriti rakud söötmes (Dulbecco kõrge glükoosisisaldusega modifitseeritud Eaglesi sööde [HyClone Cat#SH3002201], mis sisaldas 1% penitsilliini/streptomütsiini [HyClone Cat# SV30010] ja 10% veise vasika seerumit [VWR Cat#] kontsentratsiooniga 1 × 105 rakku ml kohta. Seejärel jaotati B16F10 rakud alikvootidega kultiveerimiskolbidesse ja asetati inkubaatorisse temperatuuril 37 °C 5% CO2-ga. B16F10 rakkude manustamiseks ettevalmistamiseks viidi rakud kultiveerimiskolbidest 50 ml koonilisse katsutisse, pesti PBS-ga ja seejärel resuspendeeriti PBS-is. Rakud loendati hemotsütomeetriga ja resuspendeeriti PBS-is, et saada doosid 3 × 105 rakku 200 µl kohta.

Intratsellulaarne tsütokiini antikehade värvimine

Rakud külvati {{0}}süvendiplaatidele ja resuspendeeriti Fc-blokis (anti-CD16/CD32, BioLegend Cat#101320) ja inkubeeriti 15 minutit temperatuuril 4 ◦C. Rakke pesti kaks korda fosfaatpuhverdatud soolalahusega, mis sisaldas 0,5% veise seerumi albumiini (FACS puhver), seejärel suspendeeriti uuesti rakupinda värvivate antikehade põhisegus (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46, BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat#108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) ja inkubeeriti 4 kraadi juures 20 minutit. Rakke pesti kaks korda fosfaatpuhverdatud soolalahusega ja resuspendeeriti Zombie Aqua Fixable elujõulisuse värvaines (FVD) (BioLegend Cat#423101) ja inkubeeriti 4 °C juures 30 minutit. Rakkude pesemiseks kaks korda enne resuspendeerimist fikseerimispuhvris (BioLegend Cat#420801) kasutati fosfaatpuhverdatud soolalahust. Rakke inkubeeriti 4 °C juures 20 minutit. Pärast fikseerimist pesti rakke kaks korda permeabiliseerimispuhvriga (BioLegend Cat#421002). Rakud resuspendeeriti rakusiseste värvimisvastaste antikehade põhisegus (IL-22, BioLegend Cat#516404; IL-17A, eBioscience Cat# 17-7177-81) ja inkubeeriti temperatuuril 4 ◦C. 20 min. Rakke pesti kaks korda permeabiliseerimispuhvriga, seejärel resuspendeeriti FAC-i puhvris ja seejärel töödeldi BD FACSCantoTM II voolutsütomeetriga ja analüüsiti BD FACSDivaTM tarkvara abil.

Tistanche kasulikud omadused meestele - tugevdavad immuunsüsteemi

Transkriptsioonifaktori antikehade värvimine

Rakud külvati {{0}}süvendiplaatidele ja resuspendeeriti FC-plokis (anti-CD16/CD32 BioLegend Cat# 101320) ja inkubeeriti 4 °C juures 15 minutit. Rakke pesti kaks korda FAC-puhvriga (0,5% veise seerumi albumiinis [HyClone Cat# SH30574.02] PBS-is), seejärel suspendeeriti uuesti rakupinda värvivate antikehade põhisegus (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46). , BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat# 108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) ja inkubeeriti 4 °C juures 20 minutit. Seejärel pesti rakke fosfaatpuhverdatud soolalahusega, mis resuspendeeriti kaks korda FVD-s (BioLegend Cat#423101) ja inkubeeriti temperatuuril 4 °C 20 minutit. Rakke pesti kaks korda fosfaatpuhverdatud soolalahusega ja resuspendeeriti hiire FoxP3 fikseerimispuhvris (BD Pharmingen BD Sciences Cat#51-9006124) ja inkubeeriti temperatuuril 4 °C 30 minutit. Pärast fikseerimist pesti rakke hiire FoxP3 permeabiliseerimispuhvriga (BD Pharmingen BD Sciences Cat# 51-9006125), mis resuspendeeriti FoxP3 permeabiliseerimispuhvris, ja inkubeeriti 37 °C juures 30 minutit. Rakud resuspendeeriti transkriptsioonifaktori antikehades (ROR gamma(t), eBioscience Cat#17-6988-82; T-bet, eBioscience Cat# 12-5825-82) ja inkubeeriti temperatuuril 4 °C 20 minutit. Rakke pesti kaks korda permeabiliseerimispuhvriga, seejärel resuspendeeriti FAC-puhvris ja analüüsiti BD FACSCantoTM II voolutsütomeetri ja BD FACSDivaTM tarkvara abil.

Statistiline analüüs

NCR+ ja NCR-ILC3 põrna- ja kopsupopulatsioone analüüsiti paaritute t-testide abil. Kineetilise katse populatsiooni analüüsi võrreldi tavalise ühesuunalise dispersioonanalüüsi (ANOVA) ja Tukey mitmekordse võrdlustesti abil. Tsütokiinide analüüsi põrnas ja kopsudes uuriti kahesuunalise ANOVA ja Šídáki mitme võrdlustesti abil. Ravirühmade keskmised määrati oluliselt erinevateks p-väärtusega < 0,05.

Värava strateegia

Esiteks, kasutades ettepoole hajuvat ala (FSC-A) ja külghajumisala (SSC-A), lümfotsüüdid lukustati. Seejärel välistati dublettrakud, kasutades FSC-A ja FSC-kõrgust (FSC-H). Elusrakud kontrolliti, võttes FVD suhtes negatiivsed rakud. Seejärel võeti ILC-de kitsendamiseks CD127+ ja liini kokteilirakud. Seejärel lülitati CD45+ rakud sisse. Kõigi NK-rakkude välistamise tagamiseks lülitati DX5− sisse. ILC3-de transkriptsioonifaktori tuvastamiseks lülitati seejärel sisse ROR t + rakud ja nendest rakkudest olid NCR+ ILC3-d T-bet+ ja NKp46+ ning NCR-ILLC3 T-bet- ja NKp46. Tsütokiinide tuvastamiseks määrati lümfotsüütide, üksikute rakkude, elusrakkude ja CD127+ liini-CD45+, IL-17 ja IL-22 värav seejärel, kui mida toodavad ILC3-d, kuna ILC3-d oleksid selle lõppvärava ainsad rakud, mis suudaksid toota IL-22 ja IL-17.

Tistanche kasulikud omadused meestele - tugevdavad immuunsüsteemi

5. Kokkuvõtted

Kuigi kasvajavaba mudelis täheldatud suurenenud ILC{0}}tuletatud IL-17 ja IL-22 produktsioon põrnas läks tuumori väljakutse mudelis kaduma, oli NCR+ ja NCR+ nihe vastupidine. NCR− ILC3 populatsioonid kopsudes. See viitab sellele, et DC-vaktsineerimine võis mõjutada ILC3-sid nii kasvaja väljakutse mudelis kui ka kasvajavabadel hiirtel. Selle vaktsiinis sisalduvate DC-de ja ILC3-de vahelise seose mõju kasvajavastastele vastustele jääb siiski teadmata ja on tulevane uurimissuund. Seega näitavad siin kirjeldatud uuringud, et DC-põhiste vaktsiinide ja ILC3 alampopulatsioonide vahel on side nii kasvajavabadel kui ka kasvajat kandvatel hiirtel. Need suhtlused ja nende järgnev mõju immuunvastustele näivad olevat keerulised. Need tähelepanekud aitavad kaasa kirjandusele, mille eesmärk on dešifreerida DC-vaktsiinide ja ILC3-de vahelist seost, et töötada välja täiustatud DC-vaktsineerimisstrateegiad. Soovitame täiendavaid uuringuid, et uurida vaktsineerimisstrateegiate väljatöötamise potentsiaali, mis võivad neid kommunikatsiooni moduleerida, et optimeerida ILC3 vastuseid, et aidata kaasa kasvajavastastele reaktsioonidele ja piirata kasvajaeelsete reaktsioonide toetamist.

Viited

1. Crinier, A.; Vivier, E.; Bléry, M. Helper-like kaasasündinud lümfoidrakud ja vähi immunoteraapia. Semin. Immunol. 2019, 41, 101274. [CrossRef] [PubMed]

2. Salimi, M.; Wang, R.; Yao, X.; Li, X.; Wang, X.; Hu, Y.; Chang, X.; Fan, P.; Dong, T.; Ogg, G. Aktiveeritud kaasasündinud lümfoidrakkude populatsioonid kogunevad inimese kasvajakudedesse. BMC Cancer 2018, 18, 341. [CrossRef] [PubMed]

3. Spits, H.; Bernink, JH; Lanier, L. NK rakud ja 1. tüüpi kaasasündinud lümfoidrakud: partnerid peremeesorganismi kaitses. Nat. Immunol. 2016, 17, 758–764. [CrossRef] [PubMed]

4. Bruchard, M.; Ghiringhelli, F. Kaasasündinud lümfoidrakkude rollide dešifreerimine vähi korral. Esiosa. Immunol. 2019, 10, 656. [CrossRef]

5. Mazzurana, L.; Rao, A.; Van Acker, A.; Mjösberg, J. Kaasasündinud lümfoidrakkude rollid inimese immuunsüsteemis. Semin. Immunopatool. 2018, 40, 407–419. [CrossRef]

6. Solano-Gálvez, SG; Tovar-Torres, SM; Tron-Gómez, MS; Weiser-Smeke, AE; Álvarez-Hernández, DA; Franyuti-Kelly, GA; Tapia-Moreno, M.; Ibarra, A.; Gutiérrez-Kobeh, L.; Vázquez-López, R. Inimese dendriitrakud: ontogenees ja nende alarühmad tervises ja haigustes. Med. Sci. 2018, 6, 88. [CrossRef]

7. Steinman, RM; Hemmi, H. Dendriitrakud: kaasasündinud immuunsuse ülekandmine adaptiivseks immuunsuseks. Curr. Üles. Microbiol. Immunol. 2006, 311, 17–58. [CrossRef]

8. Fu, C.; Ma, T.; Zhou, L.; Mi, QS; Jiang, A. Dendriitrakkudel põhinevad vähivastased vaktsiinid: väljakutsed, edusammud ja tulevikuvõimalused. Immunol. Uurige. 2022, 51, 2133–2158. [CrossRef]

9. Karimi, K.; Boudreau, JE; Fraser, K.; Liu, H.; Delanghe, J.; Gauldie, J.; Xing, Z.; Bramson, JL; Wan, Y. Dendriitrakkude vaktsiinide poolt esile kutsutud tugevdatud kasvajavastane immuunsus tuleneb nende võimest kaasata nii CTL-i kui ka IFN-i tootvaid NK-rakke. Mol. Seal. 2008, 16, 411–418. [CrossRef]

10. Bouwer, AL; Saunderson, SC; Caldwell, FJ; Damani, TT; Pelham, SJ; Dunn, AC; Jack, RW; Stoitzner, P.; McLellan, AD NK-rakud on vajalikud dendriitrakkudel põhineva immunoteraapia jaoks kasvaja nakatamise ajal. J. Immunol. 2014, 192, 2514–2521. [CrossRef]

11. Pampena, MB; Levy, EM Looduslikud tapjarakud abistavate rakkudena dendriitrakulise vähi vaktsiinides. Esiosa. Immunol. 2015, 6, 13. [CrossRef] [PubMed]

12. Gardner, A.; de Mingo Pulido, Á.; Ruffell, B. Dendriitrakud ja nende roll immunoteraapias. Esiosa. Immunol. 2020, 11, 924. [CrossRef] [PubMed]

13. Cortez, VS; Robinette, ML; Colonna, M. Kaasasündinud lümfoidrakud: uued ülevaated funktsioonist ja arengust. Curr. Arvamus. Immunol. 2015, 32, 71–77. [CrossRef] [PubMed]

14. Montaldo, E.; Juelke, K.; Romagnani, C. 3. rühma kaasasündinud lümfoidrakud (ILC3): päritolu, diferentseerumine ja plastilisus inimestel ja hiirtel. Eur. J. Immunol. 2015, 45, 2171–2182. [CrossRef]

15. Vacca, P.; Chiossone, L.; Mingari, MC; Moretta, L. Inimese ja hiire Decidua NK-rakkude ja teiste kaasasündinud lümfoidrakkude heterogeensus. Esiosa. Immunol. 2019, 10, 170. [CrossRef] [PubMed]

16. Rankin, LC; Girard-Madoux, MJ; Seillet, C.; Mielke, LA; Kerdiles, Y.; Fenis, A.; Wieduwild, E.; Putoczki, T.; Mondot, S.; Lantz, O.; et al. IL-22-tootvate kaasasündinud lümfoidrakkude komplementaarsus ja liiasus. Nat. Immunol. 2016, 17, 179–186. [CrossRef] [PubMed]

17. Hoorweg, K.; Peters, CP; Cornelissen, F.; Aparicio-Domingo, P.; Papazian, N.; Kazemier, G.; Mjösberg, JM; Spits, H.; Cupedo, T. Funktsionaalsed erinevused inimese NKp44(-) ja NKp44(+) RORC(+) kaasasündinud lümfoidrakkude vahel. Esiosa. Immunol. 2012, 3, 72. [CrossRef]

18. Carrega, P.; Loiacono, F.; Di Carlo, E.; Scaramuccia, A.; Mora, M.; Conte, R.; Benelli, R.; Spaggiari, GM; Cantoni, C.; Campana, S.; et al. NCR (+) ILC3 keskendub inimese kopsuvähile ja on seotud kasvajasiseste lümfoidsete struktuuridega. Nat. Commun. 2015, 6, 8280. [CrossRef]

19. Spits, H.; Artis, D.; Colonna, M.; Diefenbach, A.; Di Santo, JP; Eberl, G.; Koyasu, S.; Locksley, RM; McKenzie, AN; Mebius, RE; et al. Kaasasündinud lümfoidrakud – ühtse nomenklatuuri ettepanek. Nat. Rev. Immunol. 2013, 13, 145–149. [CrossRef]

20. Fiancette, R.; Finlay, CM; Willis, C.; Bevington, SL; Soley, J.; Ng, STH; pagar, SM; Andrews, S.; Hepworth, MR; Turja, DR Vastastikused transkriptsioonifaktorite võrgud reguleerivad koe-residentide ILC3 alamhulga funktsiooni ja identiteeti. Nat. Immunol. 2021, 22, 1245–1255. [CrossRef]

21. van Beek, JJP; Martens, AWJ; Bakdash, G.; de Vries, IJM Kaasasündinud lümfoidrakud kasvaja immuunsuses. Biomedicines 2016, 4, 7. [CrossRef] [PubMed]

22. Mattner, J.; Wirtz, S. Sõber või vaenlane? Kaasasündinud lümfoidrakkude mitmetähenduslik roll vähi arengus. Trends Immunol. 2017, 38, 29–38. [CrossRef]

23. Kirchberger, S.; Royston, DJ; Boulard, O.; Thornton, E.; Franchini, F.; Szabady, RL; Harrison, O.; Powrie, F. Kaasasündinud lümfoidrakud säilitavad käärsoolevähki interleukiini-22 tootmise kaudu hiiremudelis. J. Exp. Med. 2013, 210, 917–931. [CrossRef] [PubMed]

24. Irshad, S.; Flores-Borja, F.; Lawler, K.; Monypenny, J.; Evans, R.; Mees, V.; Gordon, P.; Cheung, A.; Gazinska, P.; Noor, F.; et al. RORgammat(+) kaasasündinud lümfoidrakud soodustavad rinnavähi lümfisõlmede metastaase. Cancer Res. 2017, 77, 1083–1096. [CrossRef] [PubMed]

25. Goc, J.; Lv, M.; Bessman, NJ; Flamar, AL; Sahota, S.; Suzuki, H.; Teng, F.; Putzel, GG; Eberl, G.; Turja, DR; et al. ILC3-de düsregulatsioon vabastab käärsoolevähi progresseerumise ja immunoteraapia resistentsuse. Cell 2021, 184, 5015–5030.e16. [CrossRef]

26. Liu, Y.; Song, Y.; Lin, D.; Lei, L.; Mei, Y.; Jin, Z.; Gong, H.; Zhu, Y.; Hu, B.; Zhang, Y.; et al. NCR(-) 3. rühma kaasasündinud lümfoidrakud, IL-23/IL-17 telg, mis soodustab hepatotsellulaarse kartsinoomi arengut. EBioMedicine 2019, 41, 333–344. [CrossRef] [PubMed]

27. Bruchard, M.; Geindreau, M.; Perrichet, A.; Truntzer, C.; Ballot, E.; Boidot, R.; Racoeur, C.; Barsac, E.; Chalmin, F.; Hibos, C.; et al. 3. tüüpi kaasasündinud lümfoidrakkude värbamine ja aktiveerimine soodustavad kasvajavastaseid immuunvastuseid. Nat. Immunol. 2022, 23, 262–274. [CrossRef]

28. Rethacker, L.; Poiss, M.; Bisio, V.; Roussin, F.; Denizeau, J.; Vincent-Salomon, A.; Borcoman, E.; Sedlik, C.; Piaggio, E.; Toubert, A.; et al. Kaasasündinud lümfoidrakud: NK ja tsütotoksilised ILC3 alamrühmad infiltreeruvad metastaatiliste rinnavähi lümfisõlmedesse. Oncoimmunology 2022, 11, 2057396. [CrossRef]

29. Cesta, MF Põrna normaalne struktuur, funktsioon ja histoloogia. Toksikool. Pathol. 2006, 34, 455–465. [CrossRef]

30. Ishiguro, T.; Nakajima, M.; Naito, M.; Muto, T.; Tsuruo, T. Erinevate metastaatilise potentsiaaliga hiire melanoomi B16 alamliinides erinevalt ekspresseeritud geenide tuvastamine. Cancer Res. 1996, 56, 875–879.

31. Szabó, SJ; Kim, ST; Costa, GL; Zhang, X.; Fathman, CG; Glimcher, LH Uudne transkriptsioonifaktor, T-bet, suunab Th1 liini pühendumust. Cell 2000, 100, 655–669. [CrossRef] [PubMed]