Cistanches Deserticola YC Ma nelja ühendi ettevalmistav eraldamine ja puhastamine kiire vastuvoolukromatograafia abil

Kontakt: Audrey Hu Whatsapp/hp: 0086 13880143964 E-post:audrey.hu@wecistanche.com

Abstraktne:

Pärast koostisainete rikastamisetappi silikageelikolonnis nelifenüületanoidglükosiididaastast edukalt isoleeritiCistanches deserticolaja puhastati preparatiivse kiir-vastuvoolukromatograafiaga (HSCCC) kahefaasilise lahustisüsteemiga, mis koosneb etüülatsetaat-n-butanool-etanool-vesi (40:6:6:50, maht/maht) /v/v). Kokku 30,9 mg akteosiidi, 13,0 mg isoakteosiidi, 12,5 mg syringalide A 3'- -L-ramnopüranosiidi ja 7,2 mg 2'-atsetüüllakteosiidi puhtusega üle 95%, määratuna HPLC-ELSD järgi. saadi üheastmelise eraldamisega 297 mg-stCistanche deserticola ekstrakt, vastavalt. Nende struktuurid tuvastati HR-MS, 1H-NMR ja13C-NMR abil.

Märksõnad: kiire vastuvoolukromatograafia;Cistanches deserticola YC Ma;fenüületanoidglükosiidid; akteosiid; isoakteosiid; süringaliid A 3'- -L-ramnopüranosiid; 2'-atsetüüllakteosiid.

Sissejuhatus

Cistanches deserticolaYC Ma, liikCistanchesOrobanchacea perekonda kuuluv Hiina traditsiooniline meditsiin on hästi tuntud neerupuudulikkuse, naiste viljatuse, haigusliku leukorröa, neurapraksia ja seniilse kõhukinnisuse raviks [1]. See on parasiittaim, mis on laialt levinud Loode-Hiinas. Siiani on sellest liigist eraldatud mitmeid ühendeid, sealhulgas fenüületanoidglükosiide (PhG), iridoide ja lignaane [2]. On teatatud, et mõnel PhG-l on antioksüdatiivne, hepatoprotektiivne ja neuroprotektiivne toime [3–6]. PhG-de eraldamise ja puhastamise protseduur on aga keeruline ja aeganõudev. Veelgi enam, klassikalised kromatograafilised meetodid ei kasuta mitte ainult suurt hulka orgaanilisi lahusteid, vaid annavad ka väiksema proovi saagise. Kiire vastuvoolukromatograafia (HSCCC), kandevaba vedelik-vedelik jaotuskromatograafia tehnika, pakub võrreldes mõne tavapärase meetodiga suurepärast proovi kogumist ning seda on laialdaselt kasutatud erinevate looduslike saaduste eraldamiseks ja puhastamiseks [7–9] . Kuigi mitmest PhG-st on puhastatudCistanchesperekond ja teised HSCCC [10–14] poolt, ei ole üheski dokumendis teatatud akteosiidi, isoakteosiidi, syringalide A 3'- -L-ramnopüranosiidi ja 2'-atsetüüllakteosiidi puhastamisest ühes kahefaasilises süsteemis.

Selles artiklis kirjeldame lihtsat meetodit nelja PhG eraldamiseks ja puhastamiseks C. deserticolast. Lõpuks saadi ühes etapis 30,9 mg akteosiidi, 13,0 mg isoakteosiidi, 12,5 mg syringalide A 3'- -L-ramnopüranosiidi ja 7,2 mg 2'-atsetüüllakteosiidi eraldamine 297 mg fraktsioonist, mille puhtusaste on vastavalt 99%, 95%, 99% ja 98%. Nende struktuure iseloomustati 1H- ja 13C-NMR spektriandmete ja HR-MS spektrite põhjal. Selles uurimises tuvastatud nelja PhG struktuurid on näidatud joonisel 1.

Tulemused ja arutlus

Toorekstrakti HPLC analüüs

C. deserticola n-butaanhappe ekstrakti koostisainetega rikastatud fraktsiooni analüüsiti HPLC-UV abil. Kasutatud kolonn oli Accurasil C18 (250 mm × 4,6 mm, id 5 μm) (Thermo-Fisher Scientific Instruments, linn, osariigi lühend, USA), liikuvaks faasiks oli metanool-vesi (30:70, maht/maht). Voolukiirus oli 1 ml/min. Detektori lainepikkuseks määrati 254 nm. HPLC kromatogramm on näidatud joonisel 2. Piigid 1 kuni 4 vastavad akteosiidile (1), isoakteosiidile (2), süringaliid A 3'- -L-ramnopüranosiidile (3) ja 2'-atsetüüllakteosiidile (4), vastavalt.

Kahefaasilise lahustisüsteemi valik

Edukas eraldamine HSCCC-ga sõltub suuresti sobiva kahefaasilise lahustisüsteemi valikust, kahefaasiline lahustisüsteem valiti iga sihtkomponendi jaotuskoefitsiendi väärtuste (K) järgi ja optimaalne K vahemik peaks olema vahemikus {{ 2}}.5 kuni 2.

Katses on mitme kahefaasilise lahustisüsteemi sihtkomponentide K väärtused näidatud tabelis 1 (kuigi piigi 4 puhul veidi kõrgemad, osutusid tulemused vastuvõetavateks). Nende hulgas andis etüülatsetaat-n-butanool-etanool-vesi (40:6:6:50, v/v/v/v) sihtühenditele sobivad jaotuskoefitsiendid. Lõpuks kasutati lahustisüsteemi, mis koosnes etüülatsetaadist-n-butanoolist-etanoolist-veest (40:6:6:50, v/v/v/v), et eraldada ja puhastada nelja C. deserticola ühendit, nagu on näidatud joonisel. Joonis 3. Nagu on näidatud joonisel 2, näitas iga HSCCC fraktsiooni HPLC analüüs, et neli puhast PhG-d (akteosiid, 99 protsenti; isoakteosiid, 95 protsenti; süringaliid A 3′- -L-ramnopüranosiid 99 protsenti ja 2′- atsetüüllakteosiidi 98 protsenti) võib saada toorfraktsioonist.

Eksperimentaalne

Aparaat

Käesolevas uuringus kasutatud HSCCC-seade oli TBE{0}}B kiire vastuvoolukromatograafiasüsteem (Shanghai Tauto Biotech Co., Shanghai, Hiina), millel oli kolm järjestikku ühendatud ettevalmistavat mitmekihilist poolieralduskolonni (toru läbimõõt).=2,6 mm, kogumaht=300 ml) ja 20 ml proovisilmus. Pöörderaadius või hoidiku telje ja keskpunkti vaheline kaugustsentrifuugi telg (tsentrifuugi telg (R) oli 5 cm ja väärtus varieerus vahemikus 0,5 sisemise terminali juures kuni 0,8 välise klemmi juures (=r/R, kus r on pooli ja hoidiku võlli vaheline kaugus). Katses kasutati temperatuuri reguleerimiseks HX 105 konstantse temperatuuriga tsirkulatsiooniseadet (Beijing Changliu Lab Instrument Company, Peking, Hiina). HSCCC süsteem oli varustatud mudeli TBP-5002 keskrõhu konstantse vooluga pumbaga, mudeli TBP-2000 UV-detektoriga, mis töötas lainepikkusel 254 nm, ja mudeli V4.0 tööjaamaga (Jinda Biochemistry Instrument Company, Shanghai, Hiina).

Kõrgfektiivse vedelikkromatograafia (HPLC) seadmetena kasutati Agilent 1200 süsteemi, mis koosneb G1312A binaarpumbast, G1329A automaatsest proovivõtturist, G1314A muutuva lainepikkusega detektorist (VWD), G1316A termostaadiga kolonni kambrist, Agislent LC79, Agislent LC79. tööjaam. Puhtuse tuvastamiseks kasutati Alltech 3300 ELSD-d. Ühendite struktuuri identifitseerimiseks kasutati Agilent 6520 Q-TOF ja Bruker AVANCE III 500-NMR spektromeetreid. 1H ja 13C-NMR spektrid (vastavalt 500 ja 125 MHz) mõõdeti toatemperatuuril (22 kraadi /295,1 K).

Reaktiivid ja materjalid

Etüülatsetaat, n-butanool ja etanool olid analüütilised ja metanool olid HPLC puhtusastmed. Kõik lahustid osteti ettevõttelt Tianjin Concord Technology Company (Tianjin, Hiina). Kõikide lahuste ja lahjenduste jaoks kasutati Milli-Q vett (18,2 MΩ) (Millipore, Bedford, MA, USA). C. deserticola risoom koguti Hiina Rahvavabariigist Sise-Mongoolia provintsist 2009. aasta juunis. Taime tuvastas prof Lijuan Zhang ja vautšeri näidis (nr 20091001) deponeeriti meie laborisse.

Toorproovi ettevalmistamine

Pulbristatud C. deserticola (1 kg) õhu käes kuivatatud lihavad varred keedeti kaks korda püstjahutiga etanooli vesilahusega (8 l, 60 mahuprotsenti) iga kord 2 tundi. Ekstrakt aurustati alandatud rõhul ja temperatuuril 60 kraadi kuni etanooli täieliku aurustumiseni. Jääk suspendeeriti vees ja ekstraheeriti kolm korda järjest kloroformi, etüülatsetaadi ja n-butanooliga, saades pärast kuivaks aurustamist alandatud rõhul 5,16 g n-butaanekstrakti. Seejärel eraldati n-butaanhappe ekstrakt silikageelikolonnis (200–300 mešši), kasutades progresseeruvat gradientelueerimist (CHCl3–MeOH, 10:1 → 1:1), et saada kaheksa fraktsiooni. Fraktsiooni 6 (297 mg) kasutati edasiseks HSCCC eraldamiseks ja eraldamiseks.

Kahefaasiliste lahustisüsteemide valik

Kahefaasilised lahustisüsteemid valiti C. deserticola fraktsiooni sihtkomponentide jaotusteguri (K) järgi. K väärtused määrati LC analüüsiga järgmiselt: Sobiv kogus toorekstrakti pulbrit (fraktsioon 6) lahustati lahustisüsteemi alumises faasis ja analüüsiti HPLC abil. Piikide pindalad registreeriti kui A1. Seejärel lisati lahusele võrdne kogus ülemist faasi ja segati põhjalikult, et saavutada jaotustasakaal. Seejärel analüüsiti alumist faasi uuesti HPLC-ga. Viimased piigipiirkonnad registreeriti kui A2. K-väärtused arvutati järgmise võrrandi järgi: K=(A1 − A2)/A2 [15,16].

Kahefaasilise lahustisüsteemi ja proovilahuse valmistamine

Käesolevas uuringus kasutati HSCCC eraldamiseks kahefaasilist lahustisüsteemi, mis koosnes etüülatsetaadist-n-butanoolist-etanooli-veest (40:6:6:50, v/v/v/v). Iga lahusti lisati jaotuslehtrisse ja tasakaalustati põhjalikult toatemperatuuril. Vahetult enne kasutamist eraldati ülemine ja alumine faas ning degaseeriti ultraheliga 30 minuti jooksul. Proovilahus valmistati 297 mg fraktsiooni 6 lahustamisega 15 ml etüülatsetaadi-n-butanooli-etanooli-vee alumises faasis (40:6:6:50, v/v/v/v).

HSCCC eraldamise protseduur

HSCCC viidi läbi järgmiselt. Mitmekihiline mähitud kolonn täideti esmalt ülemise orgaanilise statsionaarse faasiga. Alumine liikuv vesifaas pumbati seejärel kolonni peaossa voolukiirusega 1,5 ml/min ja samal ajal töötati HSCCC seadmel pöörete arvuga 900 p/min. Pärast hüdrodünaamilise tasakaalu saavutamist, nagu näitas selge liikuv faas, mis elueerus saba väljalaskeavas (umbes kaks tundi hiljem), süstiti läbi süstimisklapi 15 ml proovilahust, mis sisaldas 297 mg toorekstrakti (fraktsioon 6). Kolonni väljavoolu jälgiti pidevalt lainepikkusel 254 nm. Neli piigifraktsiooni koguti kromatogrammi järgi ja seejärel aurustati alandatud rõhul. Seadme temperatuur oli seatud 25 kraadini.

HPLC analüüs ja HSCCC piigifraktsioonide identifitseerimine

HSCCC piigifraktsioone analüüsiti HPLC-ELSD abil. Kasutatud kolonn oli Accurasil C18 (250 mm × 4,6 mm, id 5 μm), liikuvaks faasiks oli metanool-vesi (30:70, maht/maht). Voolukiirus oli 1 ml/min. ELSD-d kasutati järgmistel tingimustel: Temp 45 kraadi, gaas 1,6 L/min. Nelja HSCCC piigi fraktsiooni struktuurne identifitseerimine viidi läbi HR-ESI-MS, 1H ja 13C-NMR spektroskoopia abil.

Struktuurne identifitseerimine

Fraktsioon I: HR-ESI-MS, täheldatud m/z juures 623,2001 (M-H)-, arvutatud C29H35O15 jaoks, 623,1981. 'H-NMR (500 MHz, CD3OD) 8 ppm: 1,09 (3H, d, J=6 Hz, ramnoosi CH3), 2,79 (2H, t, J=7,5 Hz, Ar-CH 2-), 4,37 (1 H, d, J=8 Hz, glükoosi H-1), 5,18 (1 H, d, J=1 Hz, H{{34} ramnoosi }), 6,27 (1 H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,59 (1 H, d, J=15,5 Hz, Ar -CH=CH-), 6,5-7,1 (6H, aromaatne H).13C-NMR (125 MHz, CD3OD) 8 ppm: 131,5 (C{62}}), 117,2 (C{65}). }), 146,2 (C-3), 144,7 (C-4), 116,4 (C-5), 121,3 (C-6), 72,4 (C-), 36,6 (C- ), 127,7 (Caf-1), 115,3 (Caf-2), 146,9 (Caf-3), 149,8 (Caf-4), 116,6 (Caf{{ 98}}), 123,2 (Caf-6), 168,3 (Caf-), 114,8 (Caf-), 148,1 (Caf-), 104,3 (G-1), 76,1 (Glc{116} }), 81,7 (Glc-3), 70,5 (Glc-4), 76,3 (Glc-5), 62,4 (Glc-6), 103,1 (Rha{131} }), 72,3 (Rha-2), 72,1 (Rha-3), 73,9 (Rha-4), 70,7 (Rha-5), 18,5 (Rha{{146} }). Võrreldes kirjanduses toodud andmetega [17], vastas fraktsioon I akteosiidile.

Fraktsioon II: HR-ESI-MS, täheldatud m/z juures 623,1987 (M-H)-, arvutatud C29H35O15 jaoks, 623,1981. 'H-NMR (5{54}} MHz, CD3OD) 8 ppm: 1,25 (3H, d, J=6,5 Hz, ramnoosi CH3), 2,78 (2H, t, J=7 Hz, Ar-CH2-), 4,33 (1H, d, J=8 Hz, glükoosi H-1), 5,17 (1H, d, J {{ 33}} Hz, ramnoosi H-1), 6,28 (1 H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,56 (1 H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 6,5–7,0 (6H, aromaatne H). 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) 8 ppm: 131,5 (C{62}}), 117,2 (C{65}}), 146,2 (C{68}}), 144,7 (C{71}}). ), 116,5 (C-5), 121,3 (C-6), 72,4 (C-), 36,7 (C-), 127,8 (Caf-1), 115,2 (Caf{{89) }}), 146,8 (Caf-3), 149,7 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 169,2 (Caf-), 115,0 (Caf-), 147,3 (Caf-), 104,5 (G-1), 75,5 (Glc-2), 84,2 (Glc-3), 70,1 (Glc-4 ), 75,7 (Glc-5), 64,7 (Glc-6), 102,8 (Rha-1), 72,4 (Rha-2), 72,4 (Rha-3 ), 74,1 (Rha-4), 70,5 (Rha-5), 17,9 (Rha-6). 1H-NMR ja 13C-NMR spektriandmed olid kooskõlas kirjanduses kirjeldatud isoakteosiidi andmetega [18].

Fraktsioon III: HR-ESI-MS, täheldatud m/z juures 6{{108}}7,2032 (M-H)-, arvutatud C29H35O14 jaoks, 607,2032. 'H-NMR (500 MHz, CD3OD) 8 ppm: 1,09 (3H, d, J=6 Hz, ramnoosi CH3), 2,84 (2H, t, J=7,5 Hz, Ar-CH 2-), 4,37 (1 H, d, J=8 Hz, glükoosi H-1), 5,19 (1 H, d, J=1,5 Hz, H{{ ramnoosi 35}}), 6,27 (1H, d, J=16 Hz, Ar-CH=CH-), 7,59 (1 H, d, J=16 Hz, Ar-CH =CH-), 6,6–7,1 (7H, aromaatne H). 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) 8 ppm: 130,8 (C{61}}), 116,2 (C{64}}), 130,9 (C{67}}), 156,8 (C{70}} ), 130,8 (C-5), 116,2 (C-6), 72,4 (C-), 36,4 (C-), 127,8 (Caf-1), 114,8 (Caf{{88) }}), 149,8 (Caf-3), 146,9 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 168,3 (Caf-), 115,4 (Caf-), 148,0 (Caf-), 104,3 (G-1), 76,3 (Glc-2), 81,7 (Glc-3), 70,4 (Glc-4 ), 76,1 (Glc-5), 62,5 (Glc-6), 103,0 (Rha-1), 72,3 (Rha-2), 72,2 (Rha-3 ), 73,9 (Rha-4), 70,7 (Rha-5), 18,4 (Rha-6). Kirjanduse andmetel [18] vastas fraktsioon III süringaliid A 3'- -L-ramnopüranosiidile.

Fraktsioon IV: HR-ESI-MS, täheldatud m/z juures 665,21{{20}} (M-H)-, arvutatud C31H37O16 jaoks, 665,2087. 'H-NMR (500 MHz, CD3OD) 8 ppm: 1,09 (3H, d, J=6,5 Hz, ramnoosi CH3), 2,00 (3H, s, OAc), 2,72 (2H, t, J{ {25}},5 Hz, Ar-CH2-), 4,55 (1H, d, J=8 Hz, glükoosi H-1), 4,90 (1H, d, J { {37}} Hz, ramnoosi H-1), 6,29 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,62 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 6,5–7,0 (6H, aromaatne H). 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) 8 ppm: 131,9 (C{66}}), 117,3 (C{69}}), 146,1 (C{72}}), 144,7 (C{75}}). ), 116,4 (C-5), 121,4 (C-6), 72,7 (C- ), 36,4 (C- ), 127,7 (Caf-1), 115,4 (Caf{{93}). }}), 146,9 (Caf-3), 149,9 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 168,1 (Caf-), 114,7 (Caf-), 148,2 (Caf-), 101,8 (G-1), 75,3 (Glc-2), 80,3 (Glc-3), 70,8 (Glc-4 ), 76,2 (Glc-5), 62,3 (Glc-6), 103,3 (Rha-1), 72,0 (Rha-2), 71,8 (Rha-3 ), 73,7 (Rha-4), 70,8 (Rha-5), 18,5 (Rha-6), 171,5 (C=O), 20,9 (OAC). 1H-NMR ja 13C-NMR spektriandmed ühtisid 2'-atsetüülakteosiidi [17] andmetega.

Järeldused

HSCCC meetod akteosiidi, isoakteosiidi, syringalide A 3'- -L-ramnopüranosiidi ja 2'-atsetüüllakteosiidi preparatiivseks eraldamiseks ja puhastamiseksCistanches deserticola YC Maasutati. Käesolev uuring näitab, et HSCCC on väga võimas tehnika taimsetest materjalidest bioaktiivsete komponentide ettevalmistavaks eraldamiseks ja puhastamiseks. Samuti saab ühendeid eraldada piisavalt suures mahus kõrge puhtusastmega ja seejärel kasutada kromatograafia või bioaktiivsuse uuringute võrdlusainetena. Meetod on teostatav, ökonoomne ja tõhus meetod keeruliste loodustoodete kiireks ettevalmistamiseks isoleerimiseks.

Tänuavaldused

Seda tööd toetasid Changjiangi teadlaste ja ülikooli uuendusliku uurimisrühma programm (PCSIRT), Hiina teadus- ja tehnoloogiaministeeriumi rahvusvahelise koostöö kava projekt (2008DFB30070) ja Alashani vasaku lipu teadusprogramm ({{2 }}).

Viited

1. Hiina farmakopöa komisjon. Hiina Rahvavabariigi farmakopöa; People's Medical Publishing House: Peking, Hiina, 2010; 1. köide, lk. 126.

2. Jiang, Y.; Tu, PF Cistanche liikide keemiliste koostisosade analüüs. J. Chromatogr. 2009, 1216, 1970–1979.

3. Morikawa, T.; Pan, Y.; Ninomiya, K.; Imura, K.; Matsuda, H.; Yoshikawa, M.; Yuan, D.; Muraoka, O. Hepatoprotektiivse toimega atsüülitud fenüületanoidaminoglükosiidid kõrbetaimest Cistanche tubulosa. Bioorg. Med. Chem. 2010, 18, 1882–1890.

4. Chen, H.; Jing, FC; Li, CL; Tu, PF; Zhang, QS; Wang, ZH ehhinakosiid hoiab ära monoamiini neurotransmitterite striataalsete ekstratsellulaarsete tasemete vähenemise 6-hüdroksüdopamiinikahjustusega rottidel. J. Ethnopharmacol. 2007, 114, 285–289.

5. Muraoka, O.; Ninomiya, K.; Morikawa, T.; Wakayama, H.; Matsuda, H.; Yoshikawa, M. Cistanche tubulosa tüvede hepatoprotektiivsed koostisosad. Yakugaku Zasshi 2007, 127, 49–51.

6. Koo, KA; Sung, SH; Park, OH; Kim, SH; Lee, KY; Kim, YC Callicarpa dichotoomi fenüületanoidglükosiidide in vitro neuroprotektiivne toime. Planta Med. 2005, 71, 778–780.

7. Li, M.; Liu, RM; Päike, AL; Wu, SJ; Liu, NN Rutiini ja akatsiini eraldamine ja puhastamine Hiina ravimtaimest Herba Cirsii makropoorse adsorptsioonivaigu ja kiire vastuvoolukromatograafia kombineerimise teel. J. Chromatogr. Sci. 2009, 47, 329–332.

8. Yin, H.; Zhang, S.; Luo, XM; Liu, YH Kahe bensoksasinoidglükosiidi ettevalmistav eraldamine ja puhastamine Acanthus ilicifolius L.-st kiir-vastuvoolukromatograafia abil. J. Chromatogr. 2008, 1205, 177–181.

9. Peng, AH; Li, R.; Hu, J.; Chen, LJ; Zhao, X.; Luo, HD; Jah, HY; Yuan, Y.; Wei, YQ Voolukiiruse gradiendi kiire vastuvoolukromatograafia viie diterpenoidi eraldamine Triperygium wilfordii'st ja mastaabi suurendamine. J. Chromatogr. 2008, 1200, 129–135.

10. Xie, J.; Deng, J.; Tan, F.; Su, J. Penstemon barbatus (Can.) Rothi ehhinakosiidi eraldamine ja puhastamine kiir-vastuvoolukromatograafia taaskasutamise teel. J. Chromatogr. B2010, 878, 2665–2668.

11. Li, L.; Tsao, R.; Yang, R.; Liu, C.; Young, JC; Zhu, H. Fenüületanoidglükosiidide eraldamine ja puhastamineCistanche deserticolakiire vastuvoolukromatograafia abil. Food Chem. 2008, 108, 702–710.

12. Li, L.; Tsao, R.; Liu, ZQ; Liu, SY; Yang, R.; Young, JC; Zhu, HH; Deng, ZY; Xie, MY; Fu, ZH Akteosiidi ja isoakteosiidi eraldamine ja puhastamine taimest Plantago psyllium L. kiire vastuvoolukromatograafia abil. J. Chromatogr. 2005, 1063, 161–169. Molecules 2012, 17 8284

13. Lei, L.; Yang, FQ; Zhang, TY; Tu, PF; Wu, LJ; Ito, Y. Cistanches salsa (CA Mey.) G. Becki akteosiidi ja 2'-atsetüülakteosiidi ettevalmistav eraldamine ja puhastamine kiire vastuvoolukromatograafia abil. J. Chromatogr. 2001, 912, 181–185.

14. Lei, L.; Yang, FQ; Zhang, TY; Tu, PF; Wu, LJ; Chen, FK; Ito, Y. Fenüületanoidglükosiidide ettevalmistav eraldamine ja puhastamine beagle koerte väljaheidete ekstraktist kiirkromatograafia abil. J. Liq. Chromatogr. Relat. Technol. 2001, 24, 2187–2195.

15. Gao, SY; Feng, B.; Zhu, RN; Ma, JK; Wang, W. Kolme antrakinooni ettevalmistav eraldamine Rumex japonicusest suure kiirusega vastuvoolukromatograafia abil. Molecules 2011, 16, 1201–1210.

16. Tema, F.; Bai, YH; Wang, J.; Wei, J.; Yu, CY; Li, S.; Yang, WL; Han, CH Oridoniini eraldamine ja puhastamine kogu Isodon rubescensi taimest suure kiirusega vastuvoolukromatograafia abil. Molecules 2011, 16, 7949–7957.

17. Kobayashi, H.; Oguchi, H.; Takizawa, N.; Miyase, T.; Ueno, A.; Usmanghani, K.; Ahmad, M. Uued fenüületanoidglükosiidid cistanche tubulosa (Schrenk) konksust. f. I. Chem. Pharm. Bull. 1987, 35, 3309–3314.

18. Yoshizawa, F.; Deyama, T.; Takizawa, N.; Usmanghani, K.; Ahmad, M. Cistanche tubulosa (Schrenk) Hook koostisained. f. II. Uue fenüületanoidglükosiidi ja uue neolignaanglükosiidi eraldamine ja struktuurid. Chem. Pharm. Bull. 1990, 38, 1927–1930.